Samstag, 13. Dezember 2014

Tinschens beste Tierbilder

Mai 2015:
Mein erstes Foto mit meinem neuen gebrauchten Teleobjektiv mit Charakter und ich bekomme gleich den mehrfach bestätigten knuffigsten Vogel der Welt vor die Linse: Die Schwanzmeise (Aegithalos caudatus)

Aegithalos caudatus Schwanzmeise

Ihrem Gesang könnt ihr übrigens hier lauschen.

April 2015:

Mein bestes Vogelfoto auf der Helgolandexkursion: Ein Basstölpel (Morus bassanus) bei ~100km/h Windgeschwindigkeit auf dem Anflug auf sein Nest. Ich hätte ihn gerne beim Fischfang gefilmt aber wegen Sturmtief Niklas durften wir leider nicht mit dem Forschungsschiff Utthörn auslaufen.

Basstölpel Tief Niklas

Und hier noch einer der Gründe, warum die Viecher zurecht “Tölpel” heißen Zwinkerndes Smiley

Basstölpel kackert

Januar 2015:
Ich habe mir vor einiger Zeit zwischen meine beiden Zimmerfenster einen Ast gebunden und ihn mit Vogelfutter ausstaffiert. Da die Konstruktion bei dem ausgiebigen Rumgeturne seiner Gäste hin und wieder ans Fenster klopft, habe ich mir damit zum einen einen sehr zuverlässigen Wecker gebaut. Zum anderen bekomme ich so hin und wieder auch ein gutes Vogelbild ohne ein Teleobjektiv besitzen zu müssen.

Kohlmeise Parus major

Kohlmeise Parus major

Bestes Tierbild 2014:

IMG_0089 Supergeil Pisauride

Lycosidae – oben Muddi, unten Brut in Gespinst. Aufgenommen Juni 2014 in Kroatien, Cisterna bei Bale.

IMG_0142 Kunstvolles Gespinst

Sonntag, 7. Dezember 2014

Vokabular aus der Züchtersprache

Lieber Leser, hier findest du ein Glossar diverser Begriffe die einem in der Genetik oder in der Züchtung über den Weg laufen können. Ich schreibe sie rein, wie sie kommen und nach dem Alphabet zu ordnen ist mühsam.
Wenn du also ein bestimmtes Wort suchst, drücke
Strg + F
und rechts oben wird in deinem Browser mit etwas Glück ein Schriftfeld erscheinen. Schreib da dein Suchwort rein und dann wird dir gezeigt wo überall das Wort vorkommt. Viel Spaß!
PS: Menschen machen Fehler und ich als in diesem Punkt sehr sehr menschlicher Mensch bin daher froh, wenn DU mich im Kommentarfeld auf Fehler hinweist. Dankeschön!

  • Linkage drag
    Wenn man ein bestimmtes Wunschgen aus einer Nutzpflanzensorte in seine eigene Züchtung einkreuzen will, kann man mit den klassischen Züchtermethoden fast nie einfach nur das Wunschgen übertragen. Man muss bei diesem Zusammenkreuzen in Kauf nehmen, dass die Bereiche um das Wunschgen auch Gene mit unerwünschter Wirkung beinhalten. Linkage drag ist also der Umstand, dass man beim klassischen Einkreuzen von erwünschten Genen immer auch unerwünschte Gene dabei hat. (Gentechnische Methoden wären da exakter, würde man sie erlauben)
  • Pyramidisierung
    Wenn man z.B. Resistenzen in eine Nutzpflanzensorte einkreuzen will und diese Resistenzen vertikaler Natur sind (also monogen und rassenspezifisch bezogen auf das Pathogen gegen das Resistenz erzeugt werden soll), dann muss man beachten, dass vertikale Resistenzen oft schnell vom Pathogen überwunden werden. Um die Dauer der Resistenz zu erhöhen, bietet es sich daher an, mehrere Resistenzen einzukreuzen. Wenn ein Resistenzgen ausfällt, bleiben dann weitere übrig, die das Pathogen aufhalten können. Der Begriff leitet sich vom Symbol der Pyramide ab: Die Pyramide (Gesamtresistenz) steht auf einer breiten Basis (aus Einzelresistenzen). Ein Wermutstropfen bleibt: Wenn man eine mit vielen Einzelresistenzen pyramidisierte Sorte anpflanzt und dem Pathogen präsentiert, kann es sein, dass dieses sich nicht nur ein Resistenzgen nach dem anderen anpasst sondern gleich mehrere gleichzeitig ausschaltet. Wenn dann plötzlich alle Resistenzen überwunden sind, sieht man doof aus der Wäsche. Denn dann sind plötzlich auch Sorten, die nur eines der hier verwendeten Resistenzgenen besitzen anfällig für das findige Pathogen.
  • Skelett-Karte
    Eine Skelettkarte ist eine Rekombinationskarte, die noch nicht viele Marker enthält. Zwischen den einzelnen Markern können noch mehrere Centimorgan liegen (eine gute Auflösung zwischen Markern sind 0,01-0,05 Centimorgan), die Skelettkarte kann nach und nach mit weiteren Markern abgesättigt werden.
  • Physikalische Karte
    Die Abstände zwischen den Genen/Markern auf einer physikalischen sind nicht wie cM relativ zur Rekombinationshäufigkeit sondern absolut in Basenpaaren angegeben. Sie wird u.a. mithilfe von BAC-Bibliotheken bzw. BAC-Contigs mit dem sogenannten Chromosome-Walking erstellt.
  • BAC-Contig
    In einer BAC-Bibliothek wird idealerweise ein Genom mehrfach auf unterschiedliche Weise zerschnitten und kloniert. So entstehen zwischen den einzelnen BACs verschiedener Schnittereignisse überlappende Enden. Ein Set von BACs, welches über solche überlappenden Enden wieder zusammengesetzt werden kann ist ein BAC-Contig
  • Pooling
    Aufteilung einer Anfangspopulation, eines anfänglichen Genpools in neue Genpools anhand von Merkmalen etc.
  • TILLING (Heteroduplex)
    Targeting Induced Local Lesions IN Genomes
    Eine Wildtyppopulation wird mit Ethylmethansulfonat (EMS) behandelt. Dieses bewirkt, dass eine Ethylgruppe an Guanin bindet, woraufhin dieses Ethylguanin nicht mehr mit Cytosin bindet sondern mit Thymin. Die DNA des Wildtyps sowie die DNA von so entstanden Mutanten werden zuerst getrennt amplifiziert und mit genspezifischen Primern mit einem Fluoreszenz-Tag versehen. Der Vorwärts- und der Rückwärts-Primer haben unterschiedliche Fluorophore gebunden, so dass zB das 3’ Ende des codierenden Stranges grün und das Ende des komplementären Stranges blau markiert ist. In der nächsten PCR kommen sie in dasselbe Reaktionsgefäß. Bei der Denaturierung verbinden sich dann auch Wildtyp-Einzelstränge mit Mutanten-Strängen. Durch die Mutation passen sie aber nicht 100% aufeinander. Die falschen Basen stehen quasi ein wenig aus dem DNA-Doppelstang heraus, bilden evtl sogar Schleifen. Das nennt man “Heteroduplex”. Solche Heteroduplices werden von einer Nuklease erkannt und geschnitten und zwar in 3’->5’ Richtung auf der Seite, wo die falsche Base herausragt (was zufällig ist). Auf einem Gel findet man Dank der Fluoreszenzmarkierung die richtigen PCR-Produkte wieder und kann durch variieren der Wellenlänge auch noch zwischen dem durch den Vorwärts- und dem durch den Rückwärts-Primer unterscheiden. Die ungeschnittenen PCR-Produkte finden sich “oben” (also bei den langen Fragmenten) wieder und entsprechen der Gesamtlänge des Produkts. Die geschnittenen sind dementsprechend kürzer und die Addition von grünen Banden mit blauen Banden, die wieder diese Gesamtlänge ergeben gehören zusammen. Über die Längen der geschnittenen Fragmente kann man schätzen, wo ungefähr die Mutation gesessen ist.
  • Allele-mining
    Mit Allele-mining sucht man in Genbanken nach Allelen von Genen, die eine veränderte Funktion haben. Man nutzt damit die natürliche Varianz von Genen aus, um vorteilhafte Allele für die eigene Züchtung zu finden.
  • Genome Zipper
    Syntenie ist der Umstand, dass halbwegs verwandte Arten ihr an sich unterschiedlichen Gene dennoch in der selben Reihenfolge und auf den gleichen Chromosomen sitzen haben, also strukturelle Ähnlichkeiten besitzen. Die Genome-Zipper-Technik ist von bioinformatischer Natur und setzt unterschiedliche Genome so zusammen, dass man sie quasi wie einen Reißverschluss zusammenlegen kann.
  • Markerabsättigung
    Wenn ein Marker leider nicht nur in der Nähe eines Kandidatengenes sitzt sondern z.B. auch in einem Retrotransposon vorkommt habe ich schlechte Chancen mein Kandidatengen in einer BAC-DNA-Bibliothek wiederzufinden. Dann bindet die Markersonde gleich an einen ganzen Haufen BAC-Klone. Was dann tun?
    Zum einen sollte man die Auflösung erhöhen, indem man sich eine größere Population ansieht.  Mithilfe eines Genome Zippers, der die Chromosomenstruktur verschiedener Arten vergleicht, kann man dann im Idealfall auf die ungefähre Position des Kandidatengens im untersuchten Organismus schließen. Da man dann ungefähr weiß, was für Marker um den Hauptmarker herum noch anzutreffen sind, kann man endlich die richtigen BACs wiederfinden und via BAC-Contigs die Sequenzen wieder zusammenbauen. Via TILLING, Komplementation oder RNAi kann man sich letzte Sicherheit verschaffen, dass man das richtige Gen gefunden hat. 
  • DAS-ELISA (Double-Antibody-Sandwich)
    Coating: Antikörper gegen das Antigen wird an die Platte gebunden. Überschuss abwaschen.
    Zugabe der Probe: Antikörper bindet Antigen. Überschuss abwaschen.
    Zugabe des Konjugats: Zweiter Antikörper bindet ebenfalls an Antigen. An ihn ist an ein Enzym, z.B. alkalische Phosphatase, gebunden. Überschuss abwaschen.
    Zugabe des Enzymsubstrats: Wenn konjugierter Antikörper an Antigen gebunden hat, setzt das konjugierte Enzym das Substrat um, wodurch es farbig wird. Die Reaktion ist quantitativ über einen Photometer messbar.
  • PTA-ELISA (Plate-Trapped-Antigen)
    Das Antigen wird an die Platte gebunden. Spezifischer Antikörper wird zugegeben, wenn das Antigen in der Probe vorhanden war, bindet er. Dann wird ein wie oben mit Enzym konjugierter Antikörper gegen den vorherigen Antikörper zugegeben. Nach Substratzugabe kann wieder gemessen werden.
  • Zinkfinger-Nukleasen oder TALENs – Prinzip
    Erstens: Ein Teil dieses Nukleasenkomplexes ist eine DNA-bindende Einheit. Die Aminosäuresequenz dieser Domäne passt in ihrer Sekundärstruktur genau auf Basen. Wenn man sich eine schöne Stelle im Genom ausgesucht hat, generiert man also eine solche DNA-Bindedomäne, die genau auf die Zielsequenz passt. Das geht heute alles schon mit einer entsprechenden Email an eine jeweilige Herstellerfirma.
    Zweitens: An der DNA-Bindedomäne hängt die eigentliche Nuklease. Diese Nuklease bzw. ihre Aktivität ist von zwei Bedingungen abhängig. Zum einen Muss die zugehörige Bindedomäne gebunden haben – sonst gibt es nichts zu schneiden. Zum anderen braucht es auf der gegenüberliegenden Seite der DNA eine weitere Nuklease.
    Man braucht also zwei DNA-Bindedomänen, wegen 3’->5’ eine von links und eine von rechts und an denen jeweils eine Nuklease.
    Wenn alles passt und die beiden Nukleasen sich am Ende gegenüberstehen und sich erkennen, gibt es einen Schnitt, einen Doppelstrangbruch.
    Das nutzt man entweder so wie es ist und schaltet ein Gen aus. Oder man sorgt dafür, dass der Bruch repariert wird damit evtl. eine kleine Mutation entsteht. Oder man fügt ein Genkonstrukt in die Lücke ein.

Montag, 1. Dezember 2014

Welche Arten von Resistenzen gibt es und wie kann man sie erfassen?

Nicht resistent

Wie man Resistenzen einteilen kann:

Zum einen gibt es die Nichtwirtstresistenz. Diese ist dann der Fall, wenn alle Genotypen und Sorten einer Art gegen alle Rassen eines Pathogens resistent sind. Wir haben eine vollständige Resistenz bzw. Immunität, die Pflanze wird nicht krank.

Wenn aber doch Krankheitssymptome auftreten, kann man zwei Schubladen aufmachen:

  • qualitative Interaktion:
    Eine qualitative Interaktion äußert sich in einer rassenspezifische Resistenz, die meist auf einem, maximal zwei Genen beruht.So eine rassenspezifische Resistenz wird auch gerne als vertikale Resistenz bezeichnet. Wer nach solchen Resistenzen züchtet, hat damit meist nicht lange seine Freude. Zwar hat man eine Zeit lang eine 100% Resistenz und damit keine Einbußen durch Krankheiten. Das Pathogen findet recht schnell einen weg, die Pflanze bzw. den Art, Sorte oder den Genotyp zu befallen. Dann muss ein neues Resistenzgen her.
  • quantitative Interaktion:
    Eine quantitative Interaktion äußert sich in einer partiellen Resistenz, auch gerne horizontale Resistenz genannt. Das bedeutet, dass rassenunabhängig die Pflanze gegen viele Erreger oder Erregerrassen ein Stück weit resistent ist – ein breites (horizontales) Band an Erregern wird toleriert. Sie zeigt Krankheitssymptome aber nicht so stark wie eine Pflanze/Art/Sorte ohne jegliche Resistenz. Derartige Resistenzen haben meist ihre Ursache in vielen Genen, sie sind oligo- oder polygen begründet. Wer auf diese Weise Resistenzen zusammenbaut und züchtet, erzeugt Sorten, die lange gegen eine Erregerklasse teilweise resistent sind. Die Einbußen durch die geringfügigen Krankheitsschäden werden meist durch die Vorteile einer Breitbandresistenz aufgewogen.

Eine vertikale Resistenz folgt dem sogenannten “Zickzackmodel”, bzw. der Gen-für-Gen-Hypothese. Das ist ein regelrechtes “Wettrüsten” der Pflanze gegen den Erreger.

Dabei besitzt der Erreger ein Gen, das codiert, wie das Pathogen seine Wirtspflanze angreift. Solche Gene nennt man Avirulenzgene.
Ist eine Pflanze voll anfällig, verfügt sie über keinerlei Rüstzeug gegen die Produkte des jeweiligen Avirulenzgens.
Eine resistente Pflanze dagegen besitzt ein Resistenzgen, welches das jeweilige Genprodukt des Avirulenzgens erkennen kann. Ist solch eine Erkennung erfolgt, kommt es meist zu einer Hypersensitiven Reaktion (siehe Exkurs) – bei horizontalen Resistenzen ist das aber nie der Fall!
Irgendwann kriegt der Erreger spitz, dass er bei einer Pflanze nichts mehr ausrichten kann – er muss sich etwas Neues überlegen.
In der Realität läuft das eher so ab, dass sich durch evolutive Prozesse nur der Erreger behaupten kann, der weiterhin oder wieder pathogen ist. Also passiert irgendwann ab dem Zeitpunkt, wo die Pflanze resistent geworden ist, eine Mutation im Genom des Erregers. Das Avirulenzgen wird verändert oder ein neues wird geschaffen.
Die Pflanze kennt dieses neue Avirulenzgen dann noch nicht und ist wieder anfällig. Dann überlebt wieder nur die Pflanze, die durch eine Mutation ihrerseits gegen das neue Avirulenzgen Resistenzgene gebildet hat uswusf!

Exkurs ins Pflanzen-Immunsystem:

Während der oben erwähnten Hypersensitiven Reaktion werden Abwehrenzyme gebildet, die Moleküle abbauen, aus welchen der Erreger besteht, z.B. bei Pilzen Chitin-auflösende Enzyme (Chitinasen). Weitere Enzyme bilden Moleküle aus der Klasse der Phytoalexine, die antimikrobiell und/oder antioxidativ wirken. Wieder andere Proteine und Moleküle werden in umliegende Zellen und Gewebe transportiert, um die Information “Erreger in Sicht!” zu verbreiten. Außerdem werden die Zellwände verstärkt.
In der Folge stirbt die infizierte Zelle und ein Bereich um sie herum ab, u.a. weil dann reaktive Sauerstoffspezies – bekannter unter dem Namen “freie Radikale” – und Ethylen (das Gas, was unreifes Obst nachreifen lässt) gebildet werden. Beide Substanzen fördern Seneszenz und Zelltod.

Ergebnis der Hypersensitiven Reaktion ist dann ein hässlicher Fleck auf dem Blatt – aber das ist immer noch besser als eine von Pilzgeflecht überzogene, matschige Pflanze!

Wie kann man Resistenz messen?

Zum einen kann man Resistenz schon auf genetischer Ebene detektieren mithilfe von Markern.

Dann kann man z.B. Pflanzengewebe unter abgeschlossene Atmosphären bringen und die Änderungen der Gaskonzentration messen. Dabei spielt Ethylen eine wichtige Rolle, das ja bei der hypersensitiven Reaktion freigesetzt wird.

Mit der ELISA-Methode können über Antigen-Antikörper-Reaktionen das Vorhandensein eines Erregers in der Pflanze nachgewiesen werden.

Sobald man ganze Organe, dann ganze Pflanzen und irgendwann ganze Felder nach Resistenz untersucht, wird meist optisch gemessen, wie stark der Befall ist und von welcher Art die Infektion ist.
Das macht man meist noch immer manuell, es gibt aber auch schon automatische Messsysteme.

Quellen: Wikipedia, http://www.jki.bund.de/, Miedaner: Resistenzgenetik und Resistenzzüchtung